Only available in German language.

Termine Sommersemester 2023: 26.7., 27.7.,28.7.,31.7.,2.8.,4.8. (6 Tage ganztägig)

Anmeldung bitte über das Kontaktformular

Der Intensivkurs Zellkultur richtet sich insbesondere an interessierte Studierende der Medizin der Universität zu Köln und findet am Institut für Neurophysiologie (Gebäude 45) auf dem Campus der medizinischen Fakultät statt. Aufgrund der begrenzten Kapazität im Labor kann nur einer begrenzten Zahl an Studierenden die Möglichkeit zur Teilnahme gegeben werden. Bewerbungen für eine Teilnahme senden Sie bitte über das Kontaktformular.

Die Reihenfolge des Eingangs der verbindlichen Anmeldung entscheidet über die Reihenfolge der Belegung der Kursplätze. In Zweifelsfragen entscheidet das Los. Die Zielgruppe für diesen Kurs sind Studierende, die eine experimentelle Promotionsarbeit planen und sich auf die Zellkulturtechnik vorbereiten wollen.

Verfügbare Plätze: Freie Plätze im Sommersemester 2023 verfügbar

Theoretischer Teil

Der theoretische Teil setzt sich aus Kleingruppenunterricht und Demonstrationen zusammen.

Seminar 1: Arbeiten im Labor: Arbeitssicherheit und Vermeiden von Unfällen, was ist eine „Betriebsanleitung“, Handhabung von gefährlichen Substanzen und Informationsbeschaffung, Entsorgung. (Seminar und Demonstrationen) – 45 Minuten

Seminar 2: Gentechnisch veränderte Organismen (GVO): Grundlagen, Arbeiten in der Sicherheitsstufe S1, Regeln zum Umgang mit GVOs, formale S1-Einweisung – 45 Minute

Seminar 3: Zellkultur – wofür? Welche Arten von Zellkulturen gibt es, wo bekomme ich Zellen für die Forschung her? Primärzellen, Zelllinien, Stammzellen und Stammzell-abgeleitete Zellen - 45 Minuten

Seminar 4: Grundlagen sterilen Arbeitens und Überblick Konzeption des Zellkulturlabors, Zellen in 2D und 3D Kultur, Vor- und Nachteile der Kulturmethoden, Bioreaktoren für die Zellkultur, komplexe 3D Kulturen / Organoide – 90 Minuten

Seminar 5: Grundlagen der Zellkultur: Steriles Arbeiten, Medien und Substrate vorbereiten, Kultur von Säugerzellen, Zellen zählen, Zellen passagieren, Vitalitätsbestimmung, Wachstumskurven erstellen, Kryokonservierung. 90 Minuten

Seminar 6: Beschriften, archivieren, dokumentieren, Laborbuch führen, Daten sichern und Verwertung vorbereiten, praktische Tipps zur Organisation und Aufzeichnung – 90 Minuten

Seminar 7: Sterilisation durch Hitze, Dampf und Druck, überkritisches CO₂ und Plasma, Flächendesinfektion in der Zellkultur – 60 Minuten Seminar, 30 Minuten Demonstration

Seminar 8: Licht- und Fluoreszenzmikroskopie, Einführung in die Technik der Licht- und Fluoreszenzmikroskopie, Optimale Ergebnisse am Mikroskop erzielen. Seminar und praktische Übungen – 90 Minuten

Seminar 9: Zellkulturmodelle: Welche Zellen für mein Projekt? Zellen beschaffen, Basalmedien, Serumhaltige Medien, chemisch definierte und Xenogen-freie Medien, Medienzusätze. 90 Minuten

Praktischer Teil
Grundlagen im Labor: Arbeiten mit Mikroliterpipetten, Prüfung der Pipetten, Pipettieren kleiner Volumina, wiegen kleiner Substanzmengen, Bedienung von Zentrifugen – 135 Minuten

Einführung in das sterile Arbeiten: In Gruppen von je 4 Studierenden im Zellkultur-Labor mit 2 zu 1 Betreuung. Inhalte: Sterile Handhabung von Reagenzien und Medien. Bedienung der Zellkulturbank und Check der Technik, Einbringen von Materialien in den sterilen Arbeitsraum und Kontaminations-vermeidende Arbeitstechniken. Pipettieren von Medien. Jede/r Studierende erhält eine eigene Kultur von Tumorzellen (grün fluoreszierend markierte Nierenkarzinomzellen). Die Studierenden lernen die Zellen zu dissoziieren, zu zählen (Trypan-Blau Färbung, Neugebauer Zählkammer) und in unterschiedlichen Verdünnungen auszusäen. Protokollbögen zur Dokumentation werden zur Verfügung gestellt.

Analyse der Zellen am Fluoreszenzmikroskop, Dokumentation von Durchlicht und grüner Fluoreszenz.

Selbstständiges Arbeiten in der Zellkultur. Erhalt der Zellkultur über eine Woche, dazu Passage an 3 Tagen. Einfrieren überzähliger Zellen nach Tag 1 und Auftauen der Zellen an einem der späteren Tage. Selbstständiges Arbeiten unter Aufsicht.

Methoden zur Bestimmung der Zellvitalität anwenden.

Ermittlung der Dopplungsrate, Wachstumskurven bestimmen.

Generierung von embryoid bodies aus murinen iPS Zellen.

Differenzierung von Herzmuskelzellen durch spontane Differenzierung muriner embryoid bodies.

Demonstration Bioreaktoren in der Zellkultur

Zeitplan WS 22/23